Une méthode d'hybridation des cyanobactéries in situ a été mise au point en collaboration avec le laboratoire de R. Amann (Max Planck Institute, Bremen, Allemagne). Cette méthode, basée sur la détection par fluorescence de séquences d'ARN 16S à l'aide de sondes oligonucléotidiques marquées à la péroxydase et amplification du signal par la tyramide (Schönhuber et al, 1999), permet de distinguer et de dénombrer, dans des cultures mixtes, des cyanobactéries appartenant à des genres différents, notamment des toxiques, et de détecter la présence de ces micro-organismes dans des tapis bactériens.

Actuellement fonctionnelle sur des souches dulcicoles, cette méthode sera adaptée à des échantillons naturels d'origine marine. S'il s'agit de détecter la présence ou non de cyanobactéries les sondes dont nous disposons devront être satisfaisantes. En revanche, de nouvelles sondes devront être définies s'il est nécessaire de distinguer les souches marines entre elles au niveau du genre, voire de l'espèce. Pour cela, les souches de cyanobactéries potentiellement toxiques, les plus fréquemment présentes dans les échantillons seront purifiées et caractérisées d'un point de vue physiologique et génétique.

Des hybridations ADN/ADN seront faites car, à ce jour, ceci représente le seul critère grâce au quel on peut distinguer les souches appartenant au même genre ou à la même espèce. Les séquences des ARN ribosomaux 16S et des ITS des nouvelles souches purifiées seront déterminées, afin de définir des sondes ou amorces spécifiques qui permettront ultérieurement de détecter et de suivre leur évolution dans leur milieu naturel. Une alternative possible à la méthode d'hybridation in situ pour détecter et identifier les cyanobactéries pourra être la technique OSCPH (Oligonucleotide-Specific Capture Plate Hybridization; De Beenhouwer et al. (1995). Cette technique, basée sur l'amplification sélective des ARN ribosomaux 16S par la technique de PCR avec des amorces spécifiques, devrait pouvoir être étendue à l'utilisation des ITS ou d'autres séquences d'ADN qui permettraient de distinguer les isolats a un niveau inférieur à l'espèce. Une autre méthode pour distinguer les souches et connaître certaines de leurs caractéristiques génétiques en relation avec leurs propriétés physiologiques consistera à amplifier par PCR des gènes spécifiques tels que, par exemple, les gènes nif (impliqués dans la fixation de l'azote moléculaire), gvpA et gvpC (codant, respectivement, la protéine de structure des vésicules à gaz et une protéine qui en renforce la structure), psa et psb (codant, respectivement, les protéines des photosystèmes I et II) et les gènes codant les phycobiliprotéines. Les amplifiats seront analysés par RFLP pour grouper les souches. Pour la détection d'efflorescences cyanobactériennes à un stade précoce et suivre leur évolution au cours du temps, la technique de concentration des cellules par des billes paramagnétiques sur support solide avec purification ultérieure de l'ADN (Rudi et al., 1998) sera testée et adaptée, si nécessaire, aux échantillons d'origine marine. L'ADN ainsi purifié sera ensuite amplifié par la technique de PCR en utilisant des amorces spécifiques et les amplifiats seront analysés par RFLP ("Restriction Fragment Length Polymorphism"). Les efflorescences seront testées pour leur potentiel toxique par des méthodes génétique (détection des gènes codant les peptide synthétases spécifiquement impliquées dans la synthèse des hépatotoxines de type microcystines), enzymatique (test d'inhibition des protéine-phosphatases par les microcystines), immunologique (test ELISA pour la détection des microcystines), ou physico-chimique (détection des hépatotoxines et des neurotoxines par HPLC ou LC-MS) selon le type de toxine suspecté et la sensibilité de détection requise.