Suivi
de
l'abondance de Trichodesmium (cyanobactéries filamenteuses) et
des paramètres du milieu lagonaire en Baie Ste Marie (Nouméa,
Nouvelle-Calédonie)
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Cette
action s'inscrit pour l'ur099, dans le sous projet TOXI.
Elle est une opération du chantier néo-calédonien du PNEC . |
| Données météorologiques
et marées 7 oct - 19 dec 2003 |
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ASCII |
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Sont
notés sur le tableau de données l'heure du trait de sonde,
la direction et la force (en échelle de Beaufort) du vent, la
nébulosité (notée de 0 à 8), la pluie et l'état de la mer
(échelle de Beaufort). Ces relevés sont ceux effectués à
la station et peuvent différer de ceux des stations météorologiques
du Faubourg Blanchot et de Magenta de Météo-France où l'on a considéré les moyennes sur 4h des
relevés horaires) en raison de la position de la station
abritée des vents et de la houle de secteur Est. Tous les
paramètres du tableau sont des estimations et non des
mesures.
Les
heures de marée sont celles du Service Hydrographique et Océanographique
de la Marine (SHOM) pour Nouméa.
| Direction du vent
oct-nov-dec 2003 moyennée sur 4h |
Vitesse du vent
oct-nov-dec 2003 moyennée sur 4h |
Hauteur des
précipitations oct-nov-dec
2003 cumulées sur 4h |
Rayonnement
global
oct-nov-dec 2003 intégré sur 4h |
| Fig.2 |
Fig.3
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Fig.4
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Fig.5
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Données
hydrologie
Données disponibles auprès de R.
Le Borgne
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La
sonde à enregistrement utilisée était une SBE 19 de SeaBird®.
Elle comprenait des capteurs de pression, température,
conductivité, lumière incidente (Biospherical® QSP 2300),
fluorescence (Wetlab® Wetstar Ws3S) et turbidité (turbidimètre
Seapoint®). Les données traitées ont été celles de la
descente, réalisée à faible vitesse de façon à acquérir
le maximum d’informations. Le logiciel de décodage et de
calcul était celui de SeaBirdDataProcessing, en utilisant les
coefficients d'étalonnage du 25/09/2002 pour la pression, la
température et la conductivité, du 17/04/2003 pour la lumière
incidente (PAR : Photosynthetic Available Radiation), du
9/02/1998 pour la turbidité et du 24/10/2001 pour la
fluorescence.
| Evolution
temporelle de la température et de la salinité de
l'eau |
Evolution
temporelle de la fluorescence et de la turbidité de
l'eau |
Cycle diurne de la
température et de la salinité le 18 déc 2003 |
| Fig.7 |
Fig.8
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Fig.9
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Données
sels nutritifs |
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ASCII |
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Sels
nutritifs :
Les
prélèvements ont été faits avec une bouteille Niskin de 5l
à 10, 7, 4 et 0.5m. Le milieu de la bouteille étant frappée
sur le câble en kevlar à ces profondeurs et sa longueur étant
de 50cm, les profondeurs échantillonnées étaient à ± 0.5
m par temps calme et d’avantage par mer agitée. En tout état
de cause, les prélèvements n'ont jamais concerné la surface
(autrement dit : 0m).
Les
analyses d'ammonium (NH4+) et de
phosphate soluble réactif (PO4---) ont
été faites immédiatement après le retour au laboratoire,
tandis que les ions nitrate (NO3--) et
nitrite (NO2-) ont été analysés
sur des échantillons conservés au froid après ajout de HgCl2
(Kattner, 1999).
L'ion
NH4+ a été dosé manuellement par
fluorimétrie selon la méthode décrite par Holmes et al.
(1999). L'analyse est réalisée sur un fluorimètre Turner®
Design TD-700 équipé d'un filtre d'excitation à 350 nm et
d'un filtre d'émission de 410-600 nm. La lecture au fluorimétre
est réalisée 6h après ajout des réactifs, délai nécessaire
au développement complet de la fluorescence.
Les
nitrates et nitrites ont été déterminés par dosage colorimétrique
automatisé à flux continu sur un Autoanalyzer II Technicon.
Pour les concentrations de nitrates > 1µM et pour les
nitrites, les protocoles analytiques sont adaptés de ceux décrits
dans Strickland et Parsons (1972). Pour les concentrations de
nitrates <1µM, l'analyse a été réalisée selon la méthode
"haute sensibilité" décrite dans Raimbault et al.
(1990). L'acquisition automatique et informatique des données
est assurée par le logiciel FASPac. La limite de détection
pour le nitrate est de 0.02 µM et 0.003 µM, respectivement
en basse et haute sensibilité. Celle du nitrite est de 0.003µM.
Les
phosphates ont été mesurés par dosage colorimétrique au
spectrophotomètre (CECIL) à 885nm, selon la méthode de
Murphy et Riley (1962). La mesure a été réalisée sur une
cuve de 10 cm afin d'augmenter la sensibilité. La limite de détection
est de 0.020µM.
| Evolution
temporelle des concentrations de sels nutritifs |
| Fig.11 |
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Concentrations
en chlorophylle a et phaéophitine a dans les
deux classes de taille de phytoplancton
(< 20 µm et >= 20 µm) et le total |
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ASCII |
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Les
concentrations de chlorophylle a (Chla) et de phéophytine a (Pheo)
ont été mesurées par fluorimétrie (fluorimètre Turner®
Design TD-400, avec filtres d’excitation de 340-500 nm et
d’émission >665nm) après extraction dans le méthanol
par la méthode de Le Bouteiller et al. (1992). Deux
classes de taille ont été considérées : <20µm et
>20µm. A cet effet, 200ml d'eau de mer tamisée sur une
soie de 20µm ont été filtrés sur Whatman GF/F de 25mm de
diamètre pour la première classe de taille. Pour la seconde
(>20µm), la totalité de l'eau de la bouteille de 5l était
tamisée sur une soie de 20µm puis le contenu de la soie était
transféré à l'aide d'une pissette sur un filtre GF/F. Le
volume d'eau tamisé a été mesuré dans tous les cas de façon
à rapporter la concentration à l'unité de volume (litre).
Le transfert de la soie sur le filtre a été opéré de façon
aussi complète que possible, un contrôle visuel de la soie
étant fait à la fin de l'opération.
Evolution
temporelle de la chlorophylle a
des classes de taille <20µm et >= 20 µm
par rapport au total |
| Fig.12 |
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| Production
primaire, fixation azotée et biomasse particulaire |
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ASCII |
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Les
taux d’assimilation du carbone (production primaire) et de
l’azote moléculaire sont estimés pour les profondeurs 0,5
et 4 m, par la technique du double marquage à l’aide des
traceurs isotopiques stables 13C et 15N
(Montoya et al., 1996.
Les
flacons destinés à la mise en incubation sont des flacons en
polycarbonate de 0.6 l, préalablement nettoyés à l’acide
chlorhydrique dilué et rincés à l’eau déionisée.
L’ajout des traceurs (15N-N2 et 13CHO3)
se fait immédiatement après le prélèvement de façon à
obtenir un enrichissement initial de l’ordre de 10%.
Les
incubations ont été réalisées en bac recouvert d’un
filtre (moustiquaire) sur les toits du centre IRD de Nouméa.
Les échantillons ont été ensuite filtrés sur GF/F (diamètre
25 mm). Les filtres sont conservés à sec après séchage à
l’étuve (60°C) jusqu’à la détermination des
enrichissements isotopiques effectuée au laboratoire sur un
spectromètre de masse Tracer-Mass. On obtient ainsi (1)
la biomasse retenue sur un filtre GF/F en termes de carbone et
d’azote et (2) les quantités de carbone et d’azote moléculaire
fixées durant la période d’incubation sans prise en compte
de l’effet de la lumière dans les bacs (le PAR est 1.8 fois
plus élevé dans le bac que celui mesuré par la sonde à la
profondeur la plus superficielle).
| Evolution
temporelle de la fixation d'azote moléculaire |
Evolution
temporelle de la production primaire de carbone |
Evolution
temporelle des teneurs en carbone particulaire |
Evolution
temporelle des teneurs en azote particulaire |
Evolution
temporelle du C/N de la matière particulaire |
| Fig.13 |
Fig.14
|
Fig.15
|
Fig.16
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Fig.17
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| Taux de sédimentation des particules (flux vertical) et composition lors du suivi en baie de Sainte-Marie. |
XLS |
ASCII |
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Les
prélèvements ont été réalisés au moyen d’une batterie
de trois pièges à sédiments mouillés sur le fond (10 à
12m) et balisés en surface par un flotteur. Les pièges
(TECHNICAP®) sont tels que décrits par Lorenzen
et al. (1983) : ce sont de simples collecteurs
cylindriques d'une section de 0.00503 m2 et d'un
volume de 2.850 l, munis d'un système de fermeture actionné
manuellement en plongée. Le rapport entre la hauteur et le
diamètre, H/D, est de 6.5. Les pièges ont été déployés
tous les lundis et relevés le vendredi suivant (temps
d’immersion de 96h) entre le 29 octobre et le 8 décembre
2004. Dans 3 cas sur 7, ils ont été retrouvés renversés
sur le fond, en raison vraisemblablement de l’intervention
non souhaitée de plaisanciers ou pêcheurs sillonnant la
baie. Ils sont donc inexploitables.
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Abondance
des Trichodesmium
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ASCII |
| Nombre de trichomes par colonie de
T. erythraeum. |
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ASCII |
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L'abondance
de Trichodesmium a été déterminée de deux façons :
sur la totalité de l'eau de la bouteille de 5l (en réalité,
le volume filtré était de 5.4l) en provenance de quatre
profondeurs (10, 7, 4 et 0.5m) et sur les échantillons ramenés
par le filet de 35µm (Blanchot et al., 1989) en trait
vertical fond-surface. Dans le premier cas, le tamisage était
fait sur une soie de 20µm et permettait l'étude de la
distribution verticale des seuls Trichodesmium. Dans le
second, on s'intéressait à la totalité du plancton présent
dans la colonne d'eau, ce qui inclut à la fois le
phytoplancton et le zooplancton.
| Evolution
temporelle du nb. trichomes par litre, de T.
erythraeum |
Nb. trichomes en colonies et nb.
trichomes libres |
| Fig.19 |
Fig.20 |
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Production
bactérienne
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XLS |
ASCII |
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L’activité
bactérienne a été estimée par incorporation de [methyl-3H]
thymidine (TdR) (Amersham, 1.44 TBq.mmol-1) dans le TCA
précipité. Le protocole suivi est celui de Torréton&
Dufour (1996). Des réplicats de 10 ml ont été réalisés.
| Evolution
temporelle de la production bactérienne |
| Fig.18 |
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