Structure des communautés phytoplanctoniques du lagon de Mayotte : 22 oct - 7 nov 2002

Marie José Langlade, IRD 

Contexte

La colonne d'eau du lagon de Mayotte, a été sous étudiée par rapport au benthos. Les seuls résultats publiés (Vacelet et al., 1999) montrent que le lagon est anormalement pauvre en phytoplancton pour un lagon d'île haute où la concentration en sels nutritifs est notable. D’autre part, la structure des communautés phytoplanctoniques est pratiquement inconnue.

L’évaluation de la production phytoplanctonique des lagons est capitale pour évaluer leur capacité biotique (Charpy 1996). Cette évaluation doit prendre en compte la taille de organismes. En effet, on peut s’attendre à une dominance du picoplancton (cellules de taille inférieure à 3 µm) comme cela a été observé dans la plupart des écosystèmes coralliens (Charpy et Blanchot 1998 et 1999). La dominance de cellules de petite taille a des répercutions sur le fonctionnement de l’écosystème planctonique. En effet, si la production primaire n’est pas utilisable directement par le zooplancton, elle est consommée par des ciliés et de flagellés de très petite taille qui seront alors capturés par le zooplancton (Gonzales et al. 1998). Il y a donc un échelon trophique supplémentaire.

Objectifs

L'objectif principal est d’évaluer qualitativement et quantitativement la biomasse et la production primaire du lagon de Mayotte.

 Participants

Cadre logistique

Déroulement

La mission s’est déroulée du 22 octobre au 7 novembre.

Il y a eu trois types d’opérations de terrain :

• Des prélèvements quotidiens ont été effectués aux stations de l’ORC (Observatoire des Récifs Coralliens), en général à 0 et 10m, et sur le trajet, pendant toute la durée de la mission de l’ARVAM (22 octobre – 31 octobre). Les filtrations ont eu lieu pour la plupart en laboratoire.

Présentation des stations de l'ORC:

• Des incubations associées à des prélèvements et filtrations ont été effectuées pendant 3 jours (3 fois 24h) à l’îlot Mbouzi, côté sud, en vue d'estimer la production primaire.

• Une recherche prospective de moyens sur place et de sites, qui pourraient être la base de la prochaine mission, a été réalisée dans l’île. L’une au gîte de Jimaweni, à l’entrée de la baie de Bouéni sur la côte ouest, l’autre aux alentours de Longoni, sur la côte nord-est de l’île.

Enfin à la demande de RFO Mayotte nous avons participé à la réalisation d’un reportage télévisé sur notre mission.

Paramètres mesurés

• La chlorophylle a

Pour chaque prélèvement effectué à une profondeur donnée, filtration en laboratoire de 500 ml d’eau de mer successivement sur filtres 47mm-10mm, 47mm-3µm, 47mm-GFF. Extraction dans le méthanol et mesure de la fluorescence 3 heures après avec un fluorimètre TD-700 équipé des filtres pour la méthode de Welschmeyer (1994). 

• Picocyanobactéries, picoeukaryotes, biomasse bactérienne

Prélèvements de 1,5 ml d’eau de mer à partir d’eau filtrée sur 10µm, fixation avec 8 µl de glutaraldehyde et congélation 15 minutes après dans l’azote liquide. Les comptages en cytomètre en flux ont été réalisés à La Réunion 15 jours après la fin de la mission. 

• La diversité génétique du  picoplancton <10 µm

Filtration à l’aide d’une seringue, sur un stérivex (0,2 µm), de 200 ml d’eau de mer préalablement filtrée sur 10 µm. Ajout de 10 ml d’éthanol pour conservation. Les extractions d’ADN sont en cours au Laboratoire de Chimie Bactérienne du CNRS à Marseille.

• Reconnaissance et quantification des picoeukaryotes (TSA-FISH)

La technique in situ TSA fish (Simon et al. 2000, Not et al. 2002) est une méthode utilisée pour étudier la biodiversité des picoeukaryotes et des bactéries. Les cellules sont récupérées sur un filtre 0.2 mm, séchées avec plusieurs bains d'éthanol (50%, 80%, 100%). La technique se fonde sur l'hybridation spécifique des sondes d'acide nucléique au rRNA intracellulaire naturellement amplifié. Ces sondes fluorescentes permettent une identification in situ de différentes cellules microbiennes dans leurs habitats. Les cellules marquées par des sondes moléculaires fluorescentes sont alors comptées à l'aide d'un microscope à épifluorescence.

• La production primaire 

Deux bouteilles en polycarbonate de 160 ml sont remplies avec de l’eau prélevée à l’aide d’une bouteille Niskin à 30 m, 20 m, 10 m et en surface. 100 µl de carbonate marqué sont ajoutés et les bouteilles sont incubées à la profondeur des prélèvements pendant 24 h. 

A la fin des incubations, le contenu total est filtré sur GF/F 25 mm et conservé en présence de 100 µl de HCl 1N.

• Le phytoplancton

Prélèvements de 250 ml d’eau de mer et conservation dans des flacons noirs à température ambiante avec 5 ml de formol neutralisé.